Zeitplan 2008 Teil Renkawitz-Pohl

Präsentation zum Thema: "Zeitplan 2008 Teil Renkawitz-Pohl"—  Präsentation transkript:

1 Zeitplan 2008 Teil Renkawitz-Pohl
Di : 1 Genregulation in Eukaryoten (Einführung) Steroidhormone und Genregulation Mi : 2 Chromatinreorganisation in der Spermatogenese und Translationskontrolle Eisenstoffwechsel und Translationslkontolle Do : fällt aus! Fr : 3. Sex determination Säugetiere (...der kleine Unterschied...) (Transkription, Hormone, Signalketten) 4. Sexdetermination Drosophila (Differentielles Splicing) Fragebögen verteilen Di : 5 Dosiskompensation Drosophila (Regulation auf Chromatin-Ebene) Dosiskompensation Säugetiere (Regulation auf Chromatin-Ebene) Mi : 6 Zelladhäsion und Kommunikation Do : 7 Signalketten in Entwicklung und Tumorentstehung Fr : 8 Fragen zur Woche/ Fragebögen besprechen Klausurvorbereitung

2 Genregulation in Eukaryoten
1) Regulation der Transkription 2) Posttranskriptionelle Regulation Differentielles Splicing(siehe Geschlechtbestimmung) Kontrolle der Translation (siehe Spermatogenese als Beispiel) Proteinmodifikationen (siehe Teil Prof. Lingelbach)

3 Eukaryoten:Kontrollmöglichkeiten
erst auf Chromatinebene, dann: Capping Polyadenylation Splicing aus Alberts: 9-2

4 Chromatinstruktur

5 Chromatin: wie passt das gesamte Genom in die Zelle?

6 Chromatin Aus: Molecular Cell Biology, 4. Edition, Lodish et. al.
Figure Model for the packing of chromatin and the chromosome scaffold in metaphase chromosomes. In interphase chromosomes, long stretches of 30-nm chromatin loop out from extended scaffolds. In metaphase chromosomes, the scaffold is folded into a helix and further packed into a highly compacted structure, whose precise geometry has not been determined. Aus: Molecular Cell Biology, 4. Edition, Lodish et. al.

7 Nucleosomen Aus: Molecular Cell Biology, 4. Edition, Lodish et. al.
Figure Structure of the nucleosome. (a) Ribbon diagram of the nucleosome shown face-on (left) and from the side (right). One DNA strand is shown in green and the other in brown. H2A is yellow; H2B, red; H3, blue; H4, green. (b) Space-filling model shown from the side. DNA is shown in white; histones are colored as in (a). H2A, H2A', H2B, H2B', H3, and H4 indicate the positions of the respective histone N-terminal tails visible in this view. The H2A' N-terminal tail interacts with the upper loop of DNA, while the H2A N-terminal tail (only partially seen in this view) interacts with the bottom loop of DNA. The N-terminal tail of one H4 extends from the bottom of the nucleosome and interacts with the neighboring histone octamer in the crystal lattice (not shown). The N-terminal tails of histones H2B, H2B', H3, and H3' pass between the two loops of DNA. The N-terminal tails of H2A, H4, H3, and H2B include an additional 3, 15, 19, and 23 residues, respectively, that are not visualized in the crystal structure because they are not highly structured. They extend further from the surface of the nucleosome where they may participate in nucleosome-nucleosome interactions in the 30 nm fiber (See Figure 9-31) or interact with other chromatin-associated proteins. [From K. Luger et al., 1997, Nature 389:251; courtesy of T. J. Richmond.] Aus: Molecular Cell Biology, 4. Edition, Lodish et. al.

8 Solenoid model Aus: Molecular Cell Biology, 4. Edition, Lodish et. al.
Figure Solenoid model of the 30-nm condensed chromatin fiber in a side view. The octameric histone core (see Figure 9-30) is shown as an orange disk. Each nucleosome associates with one H1 molecule, and the fiber coils into a solenoid structure with a diameter of 30 nm. [Adapted from M. Grunstein, 1992, Sci. Am. 267:68] Aus: Molecular Cell Biology, 4. Edition, Lodish et. al.

9 Solenoid

10 MAR = Matrix attachment sites
Aus: Stein, G. et al. (2003). Trends in Cell Biol. 13,

11 SAR = scaffold attachment region
Gleiche Funktion wie MAR!

12 WARUM? Zell- und Entwicklungsspezifische Genregulation
Aufrechterhaltung eines Differenzierungsprogramms während der Zellteilung (Cellular Memory) Imprinting (d.h. nur väterliches oder mütterliches Allel wird exprimiert) Dosiskompensation

13 Chromatin und Transkription
Wie kann das funktionieren? Vor der Transkription muss das Chromatin geöffnet werden!

14 Solenoid und RNA-Polymerase

15 Proteine der inneren Kernmembran, Kernlamina und Chromatin
Mini-Review (Cell Science at a glance): R. Foisner J. Cell Science 114, (2001) erinnern: Kernlamina aus Lamin A, B: Intermediärfilamente, über Nup 153 mit Kernporen verbunden über HP1: Kopplung an Heterochromatin Euchromatin: chromatin remoddeling Complexes (s.u.)

16 Genregulation auf Einzel-Gen Ebene (sehr vereinfachte Darstellung)
Einzeller: Vielzeller:

17 Die Aktivierung der Transkription

18 Aber.... Die DNS liegt nicht „nackt“ in der Zelle vor

19 Das Chromatin-Problem

20 Klappen Nukleosomen bei der Transkription auf?
dazu würde es geringere Affinität zwischen den basischen Histonen und der DNA bedürfen!

21 Histonacetylase und Chromatinöffnung
Aus: Alberts et al.: Molecular Biology of the Cell. Fourth Edition, 2002. Fig. 7-45

22 HAT Wirkung Aus: Alberts et al.: Molecular Biology of the Cell. Fourth Edition, 2002. Fig. 7-46

23 HDAT Histon-Deacetylasen führen zu inaktivem Chromatin
Aus: Alberts et al.: Molecular Biology of the Cell. Fourth Edition, 2002. Fig. 7-49

24 Genregulation in Eukaryoten
1) Regulation der Transkription 2) Posttranskriptionelle Regulation Differentielles Splicing Kontrolle der Translation Proteinmodifikationen

25 pre-mRNA, RNP, mRNA

26 Prokaryoten: in der Regel kolinear: Gen - mRNA
aus: Alberts et al. Fig. 6-1

27 Eukaryoten

28 Genregulation in Eukaryoten
1) Regulation der Transkription 2) Posttranskriptionelle Regulation Differentielles Splicing(Beispiel: Sex determination Drosophila) Heute: Splicing im Prinzip) Kontrolle der Translation Proteinmodifikationen

29 Eukaryoten: premRNA-reife mRNA Splicing Gen und mRNA sind nicht kolinear
aus: Alberts etal. Fig.8-50 Technik: R-loop Analyse im EM

30 Introns und Exons aus: Alberts Figure 8-7

31 Biologischer Sinn exon shuffling: Evolution
differentielles Splicing: 1 Gen mehrere Proteine

32 Splisosomen an der naszierenden premRNA
Schema aus: Alberts Figure 8-52

33 Splice-Erkennungssequenzen
aus Alberts, Fig. 8-53

34 Splicing Mechanismus (Introns: 100 bp bis mehrere kbp z.B. 40 kbp)
Details in FM GENETIK aus Alberts Fig. 8-84

35 Was müßte man machen, um Splicing zu verhindern für Exon-Skipping?
Splice site durch RNA oder Protein maskieren!

36 5´und 3´Modifikationen der eukaryotischen mRNA
5´Capping 3´Polyadenylation

37 Primärtranskript-mRNA
Figure Overview of RNA processing in eukaryotes using b-globin gene as an example. The b-globin gene contains three protein-coding exons (red) and two intervening noncoding introns (blue). The introns interrupt the protein-coding sequence between the codons for amino acids 31 and 32 and 105 and 106. Transcription of this and many other genes starts slightly upstream of the 5' exon and extends downstream of the 3' exon, resulting in noncoding regions (gray) at the ends of the primary transcript. These regions, referred to as untranslated regions (UTRs), are retained during processing. The 5' 7-methylguanylate cap (m7Gppp; green dot) is added during formation of the primary RNA transcript, which extends beyond the poly(A) site. After cleavage at the poly(A) site and addition of multiple A residues to the 3' end, splicing removes the introns and joins the exons. The small numbers refer to positions in the 147-aa sequence of b-globin. Aus: Molecular Cell Biology, 4. Edition, Lodish et. al.

38 Differentielles Splicing
Beispiel: Synthese eines membranständigen und eines sekretierten Antikörpers (siehe Kernmodul 3) Beispiel: Geschlechtsbestimmung bei Drosophila (dieses Fachmodul)

39 Eukaryoten:Kontrollmöglichkeiten
erst auf Chromatinebene, dann: aus Alberts: 9-2

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